Transmission et héritabilité de l’holobionte chez Pisum spp. (TeHoPi)

Les plantes sont en relation avec divers microorganismes qui peuvent être soit bénéfiques pour la plante en améliorant la croissance, la résistance à des stress abiotiques et biotiques, etc. (Kumar & Verma, 2018) ou alors pathogéniques en causant et dispersant des maladies. Ces microorganismes peuvent être transmis entre générations et peuvent significativement impacter la plante (Johnston-Monje et al., 2016). Ainsi, par pression de sélection, la fitness de la plante serait optimisée si elle sélectionne efficacement son microbiote et le transmet verticalement aux générations suivantes. La transmission verticale se passe lorsque les microbes abrités dans la graine viennent coloniser le sol lors de la germination et, par la suite, potentiellement coloniser les parties internes de la plantule. Ainsi, la graine pourrait être considérée comme un « inoculum » de microbes initial. De nombreuses études ont suggéré la présence d’une transmission verticale du microbiote de la graine entre générations (Ai et al., 2023; Chesneau et al., 2022; Darrasse et al., 2007; Johnston-Monje et al., 2016; Özkurt et al., 2020; Rochefort et al., 2021; Walsh et al., 2021).

La transmission du microbiote graine pourrait être caractérisée en trois catégories d’héritabilité : (1) Une transmission de la graine à la graine qui est en cours de germination. Dans ce cas-là, le microbiote n’est transmis qu’au stade de développement le plus précoce de la plante. Certains microbes de graine peuvent aider la graine en améliorant la germination (Rodríguez et al., 2020) ou en sortant la graine de sa phase de dormance (Goggin et al., 2015) ; (2) Une transmission de la graine à la partie endosphérique de la plantule tel que les racines ou la phyllosphère (Abdelfattah et al., 2021) ; (3) Une transmission de graine à graine qui illustre un scénario où la transmission du microbiote boucle un cycle complet d’au moins une génération et pourrait potentiellement être multigénérationnelle.

Cependant, la transmission du microbiote de la graine peut être limiter par un facteur important qui est la compétition avec les microbes résidents dans le sol (Nelson, 2004; Vanoverbeke et al., 2016). Etant généralement très abondants (reviewed in Nelson, 2004), les microbes résidents dans le sol peuvent coloniser rapidement la graine par effet de masse (Shmida & Wilson, 1985) et/ou par effet prioritaire (Fukami, 2015). On pourrait donc penser que la communauté rhizosphérique de la plantule va être principalement pilotée par les microbes résidents dans le sol. Cependant, plusieurs études ont montré que les communautés microbiennes de la graine, malgré leur abondance et diversité limitées, peuvent être transmises à la génération suivante et influencer l’établissement du microbiote de la plantule (Johnston-Monje et al., 2016; Moroenyane et al., 2021; Ridout et al., 2019). Par compétition, la présence ou absence de certains genres ou familles de microbes dans le sol pourrait aussi avoir un impact sur la dispersion du microbiote graine, suggérant donc que la structure et la composition des communautés microbiennes du sol soit un autre paramètre à prendre en compte. Une étude a démontré que la présence de sol natif avait un impact positif sur la transmission du microbiote graine (Chandel et al., 2022). Il est possible que le sol hérité de la génération précédente présente encore des microbes bénéfiques en grande abondance ce qui aiderait le développement de la plantule. Dans le cas inverse, un sol hérité pourrait tout autant héberger des pathogènes adaptés à l’espèce de la plante ce qui entrainerait un impact négatif sur la fitness de la plante (Miller et al., 2019).

Le but de ce projet va être de caractériser le degré d’héritabilité du microbiote graine chez Pisum ainsi que l’influence des bactéries du sol sur cette héritabilité. Pour cela, le projet sera divisé en deux parties complémentaires. La première partie a été réalisé en serre et se focalise sur la description des communautés bactériennes se trouvant dans les graines sur deux générations ainsi que les communautés rhizosphérique et endophytes de la plantule de la seconde génération. La deuxième partie de ce projet se focalisera sur l’influence des communautés bactérienne du sol sur la transmission verticale du microbiote graine et l’expérience sera réalisée sous conditions in vitro où les plantes se développeront dans des chambres de culture

[Partie 1 - Expérience en serre] L’expérimentation en serre et les prélèvements ont été effectué courant 2025 et viennent de prendre fin. Les échantillons sont en cours de séquençage. Un total de 14 génotypes de Pisum a été utilisé pour cette expérience, comprenant trois sous-espèces de P.sativum (P. s. subsp. sativum, P. s. subsp. elatius, P. s. subsp. abyssinicum) ainsi que Pisum fulvum. L’échantillonnage s’est ensuite déroulé à trois stades de développement de la plante : 6 étages foliaires, floraison et sénescence (Figure 1). Ces stades ont été choisis car les besoins de la plante et les allocations aux ressources de celle-ci peuvent varier durant ces stades avec un potentiel effet sur la structure du microbiote autant rhizosphérique que endosphérique (Figure 1). Pour l’échantillonnage, la rhizosphère a été collectée directement sur les racines avec une spatule afin d’obtenir la quantité nécessaire pour l’extraction d’ADN (250mg). La racine, la tige, les feuilles et les fleurs ont été découpées de la plante avec des ciseaux stériles et leur surface aseptisée. Finalement, les graines matures ont été récoltées et l’ADN du microbiote isolé et extrait suivant un protocole adapté (IRHS-INRAE-Angers). La composition des communautés bactériennes sera évaluée pour le gène gyrB (B subunit of the DNA gyrase), un marqueur moléculaire adéquat pour des assignations taxonomiques.

[Partie 2 - Expérience in vitro] L’expérience in vitro est prévue de commencer dès juin 2027. Ici, nous testerons l’effet qu’exerce l’intensité de compétition du microbiote du sol sur la transmission verticale du microbiote de graine. Ainsi cette intensité de compétition sera subdivisée en deux sous-parties correspondant respectivement à l’abondance (1) et la structure (2) des communautés microbiennes du sol. Pour tester, l’effet d’abondance (1), des graines de pois seront plantées individuellement dans des pots stérilisés en verre d’environ 15 cm de long. Ces tubes seront remplis avec de la terre stérilisée aux rayons gamma avec un inoculum microbien de sol non agricole de la même manière que lors de l’expérience en serre décris avant. Quatre génotypes de Pisum seront testés et les inoculas auront quatre niveaux de dilution (Non dilué, 1/10, 1/100 et 1/1000) donnant donc une matrice de 16 tubes (Figure 2. 1). Les tubes seront ensuite placés en chambre de croissance avec une exposition ‘jour’ à 20°C pendant 16h suivis par 8h de ‘nuit’ à 15°C. Une fois que la plante atteint son 6^ème étage foliaire, la racine, la tige et les feuilles seront échantillonnées et passeront par la même procédure de stérilisation de surface, d’extraction et de séquençage que pour l’expérience en serre décris avant. Pour tester l’effet de la structure (2) du microbiome de sol, nos quatre génotypes seront inoculés avec un inoculum de microbiote de sol hérité et génotype-spécifique. Cet inoculum a été obtenu en récoltant le sol de plantes au stade de remplissage des gousses d’une précédente génération. Ce stade avait été retenu car la diversité bactérienne y était la plus diverse en comparaison avec d’autres stade de développement. Ainsi, chaque génotype a permis d’isoler un inoculum hérité génotype-spécifique qui reproduira la diversité microbienne du sol de la plante parentale. Ici nous cherchons à tester si cette structure de communautés spécifique au génotype pourrait avoir un impact sur la transmission verticale du microbiote graine. Ainsi chaque génotype sera inoculé avec un microbiote d’un sol hérité (e.g. A-A, B-B …) et non hérité (A-B, A-C, B-D …)

Université de Bourgogne Europe

Laboratoire d'accueil : AGROECOLOGIE

Compétences requises :

• Bonne maîtrise des techniques moléculaires (extraction, quantification et PCR)
• Bonne maîtrise du logiciel d’analyse R
• Connaissances solides des analyses de communautés
• Bonne maîtrise de l’anglais scientifiques
• Rigueur et autonomie experimentale